Везде

ОФНПисьма в Журнал экспериментальной и теоретической физики JETP Letters (Journal of Experimental and Theoretical Physics Letters)

  • ISSN (Print) 0370-274X
  • ISSN (Online) 3034-5766

Определение характера взаимодействия биоактивных ионов с фосфолипидными мембранами методами нелинейной микроскопии

Вы можете
Код статьи
S0370274X25020124-1
DOI
10.31857/S0370274X25020124
Тип публикации
Статья
Статус публикации
Опубликовано
Авторы
Еремчев М. Ю
  • Аффилиация: Троицкое обособленное подразделение Физического института имени П. Н. Лебедева РАН
Козловa М. В.
  • Аффилиация: Троицкое обособленное подразделение Физического института имени П. Н. Лебедева РАН
Том/ Выпуск
Том 121 / Номер выпуска 3-4
Страницы
240-246
Аннотация
Исследование электростатических и химических взаимодействий и превращений на поверхности липидных мембранах имеет ключевое значение для оценки эффективности и токсичности различных лекарственных препаратов, а также механизмов их доставки. Описание этих взаимодействий на молекулярном уровне требует применения высокочувствительных неинвазивных методов. В данной работе представлены экспериментальные результаты, демонстрирующие потенциал микроскопии генерации второй гармоники при исследовании электрохимических процессов затрагивающих структуру узкого гидратного слоя (< 1 нм) модельных клеточных мембран. На примере биоактивных ионов калия и кальция различной концентрации показана уникальная чувствительность данного метода к изменению значения поверхностного потенциала мембран. Повышение ионной силы раствора выше 15 мМ в случае ионов кальция приводит к полной нейтрализации поверхности мембраны, в то время как ионы калия лишь частично экранируют поверхностный заряд мембраны. Показано, что изменение структуры и состава мембран приводит к возникновению стерических эффектов во взаимодействии головных групп липидов с молекулами воды в гидратном слое.
Ключевые слова
Дата публикации
16.09.2025
Год выхода
2025
Всего подписок
0
Всего просмотров
15

Библиография

  1. 1. Ю. С. Петронюк, Е. А. Храмцова, В. М. Левин, А. П. Бонарцев, В. В. Воинова, Г. А. Бонарцева, А. А. Мураев, Т. Ф. Асфаров, Н. А. Гусейнов, Известия Российской академии наук. Серия физическая 84(6), 799 (2020); https://doi.org/10.31857/S0367676520060204.
  2. 2. В. О. Компанец, С. И. Кудряшов, Э. Р. Толордава, С. Н. Шелыгина, В. В. Соколова, И. Н. Сараева, М. С. Ковалев, А. А. Ионин, С. В. Чекалин, Письма в ЖЭТФ 113(6), 365 (2021); https://doi.org/10.31857/S1234567821060021.
  3. 3. Д. Ю. Мартиросян, А. А. Осыченко, А. Д. Залесский, О. Т. Калинина, У. А. Точило, Ю. А. Федотов, М. С. Сырчина, В. А. Надточенко, Письма в ЖЭТФ 117(11), 876 (2023); https://doi.org/10.31857/S1234567823110125.
  4. 4. N. V. Surovtsev, A. A. Dmitriev, and S. A. Dzuba, Phys. Rev. E 95(3), 032412 (2017); https://doi.org/10.1103/PhysRevE.95.032412.
  5. 5. A. Zalygin, D. Solovyeva, I. Vaskan, S. Henry, M. Schaefer, P. Volynsky, A. Tuzikov, E. Korchagina, I. Ryzhov, A. Nizovtsev, K. Mochalov, R. Efremov, E. Shtykova, V. Oleinikov, and N. Bovin, ChemistryOpen 9(6), 641 (2020); https://doi.org/10.1002/open.201900276.
  6. 6. M. E. Stepanov, S. A. Khorkina, A. I. Arzhanov, A. V. Karabulin, V. I. Matyushenko, and A. V. Naumov, Pis’ma v ZhETF 120(4), 231 (2024); https://doi.org/10.31857/S0370274X24080129.
  7. 7. A. S. Chebotarev, V. S. Ledyaeva, O. I. Patsap, A. A. Ivanov, and A. B. Fedotov, J. Biophotonics 16e202300228 (2023); https://doi.org/10.1002/jbio.202300228.
  8. 8. R. W. Boyd, Nonlinear Optics, 3rd ed., Academic Press, Rochester, N.Y. USA (2008).
  9. 9. P. J. Campagnola and L. M. Loew, Nat. Biotechnol. 21(11), 1356 (2003); https://doi.org/10.1038/nbt894.
  10. 10. X. Chen, O. Nadiarynkh, S. Plotnikov, and P. J. Campagnola, Nat. Protoc. 7(4), 654 (2012); https://doi.org/10.1038/nprot.2012.009.
  11. 11. S. Brasselet, Adv. Opt. Photonics 3(3), 205 (2011); https://doi.org/10.1364/AOP.3.000205.
  12. 12. E. Deplazes, B. D. Tafalla, C. G. Cranfield, and A. Garcia, J. Phys. Chem. Lett. 11(15), 6353 (2020); https://doi.org/10.1021/acs.jpclett.0c01479.
  13. 13. F. Ahmadpoor and P. Sharma, Nanoscale 7(40), 16555 (2015); https://doi.org/10.1039/C5NR04722F.
  14. 14. S. Ray, A. Kassan, A. R. Busija, P. Rangamani, and H. H. Patel, Am. J. Physiol.-Cell Physiol. 310(3), C181 (2016); https://doi.org/10.1152/ajpcell.00087.2015.
  15. 15. Y. A. Ermakov, Membranes 13(11), 883 (2023); https://doi.org/10.3390/membranes13110883.
  16. 16. A. McLaughlin, C. Grathwohl, and S. McLaughlin, Biochim. Biophys. Acta BBA - Biomembr. 513(3), 338 (1978); https://doi.org/10.1016/0005-2736 (78)90203-1.
  17. 17. H. Binder and O. ZschOrnig, Chem. Phys. Lipids 115(1), 39 (2002); https://doi.org/10.1016/S0009-3084 (02)00005-1.
  18. 18. A. Melcrova, S. Pokorna, S. Pullanchery, M. Kohagen, P. Jurkiewicz, M. Hof, P. Jungwirth, P. S. Cremer, and L. Cwiklik, Sci. Rep. 6(1), 38035 (2016); https://doi.org/10.1038/srep38035.
  19. 19. Y. A. Ermakov, K. Kamaraju, A. Dunina-Barkovskaya, K. S. Vishnyakova, Y. E. Yegorov, A. Anishkin, and S. Sukharev, Biochemistry 56(40), 5457 (2017); https://doi.org/10.1021/acs.biochem.7b00644.
  20. 20. Y. A. Ermakov, Biochim. Biophys. Acta BBA -Biomembr. 1023(1), 91 (1990); https://doi.org/10.1016/0005-2736 (90)90013-E.
  21. 21. J. L. Richens, J. S. Lane, J. P. Bramble, and P. O’Shea, Biochim. Biophys. Acta BBA - Biomembr. 1848(9), 1828 (2015); https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2015.03.017.
  22. 22. Z. T. Graber, Z. Shi, and T. Baumgart, Phys. Chem. Chem. Phys. 19(23), 15285 (2017); https://doi.org/10.1039/C7CP00718C.
  23. 23. S. A. Akimov, M. A. Polynkin, I. Jimenez-Mungu?a, K. V. Pavlov, and O. V. Batishchev, Int. J. Mol. Sci. 19(5), 1358 (2018); https://doi.org/10.3390/ijms19051358.
  24. 24. O. B. Tarun, M. Yu. Eremchev, A. Radenovic, and S. Roke, Nano Lett. 19(11), 7608 (2019); https://doi.org/10.1021/acs.nanolett.9b02024.
  25. 25. R. Dimova and C. Marques, The Giant Vesicle Book, CRC Press, Boca Raton, USA (2019).
  26. 26. X. Chen, W. Hua, Z. Huang, and H. C. Allen, J. Am. Chem. Soc. 132(32), 11336 (2010); https://doi.org/10.1021/ja1048237.
  27. 27. K. B. Eisenthal, Chem. Rev. 96(4), 1343 (1996); https://doi.org/10.1021/cr9502211.
  28. 28. T. T. Nguyen and J. C. Conboy, Anal. Chem. 83(15), 5979 (2011); https://doi.org/10.1021/ac2009614.
  29. 29. L. Moreaux, O. Sandre, and J. Mertz, JOSA B 17(10), 1685 (2000); https://doi.org/10.1364/JOSAB.17.001685.
  30. 30. C. Macias-Romero, I. Nahalka, H. I. Okur, and S. Roke, Science 357(6353), 784 (2017); https://doi.org/10.1126/science.aal4346.
  31. 31. M. Eremchev, D. Roesel, P.-M. Dansette, A. Michailovas, and S. Roke, Biointerphases 18(3), 031202 (2023); https://doi.org/10.1116/6.0002640.
  32. 32. C. Macias-Romero, M. E. P. Didier, P. Jourdain, P. Marquet, P. Magistretti, O. B. Tarun, V. Zubkovs, A. Radenovic, and S. Roke, Opt. Express 22(25), 31102 (2014); https://doi.org/10.1364/OE.22.031102.
  33. 33. M. Yu. Eremchev, JETP Lett. 118(4), 288 (2023); https://doi.org/10.1134/S0021364023602245.
  34. 34. D. Roesel, M. Eremchev, T. Schonfeldova, S. Lee, and S. Roke, Appl. Phys. Lett. 120(16), 160501 (2022); https://doi.org/10.1063/5.0085807.
  35. 35. M. Eremchev, D. Roesel, C. S. Poojari, A. Roux, J. S. Hub, and S. Roke, Biophys. J. 122, 624 (2023); https://doi.org/10.1016/j.bpj.2023.01.018.
  36. 36. D. Roesel, M. Eremchev, C. S. Poojari, J. S. Hub, and S. Roke, J. Am. Chem. Soc. 144(51), 23352 (2022); https://doi.org/10.1021/jacs.2c08543.
  37. 37. A. Weinberger, F. C. Tsai, G. H. Koenderink, T. F. Schmidt, R. Itri, W. Meier, T. Schmatko, A. Schroder, and C. Marques, Biophys. J. 105(1), 154 (2013); https://doi.org/10.1016/j.bpj.2013.05.024.
  38. 38. G. Gonella, C. Lutgebaucks, A. G. F. de Beer, and S. Roke, J. Phys. Chem. C 120(17), 9165 (2016); https://doi.org/10.1021/acs.jpcc.5b12453.
  39. 39. M. Eisenberg, T. Gresalfi, T. Riccio, and S. McLaughlin, Biochemistry 18(23), 5213 (1979); https://doi.org/10.1021/bi00590a028.
  40. 40. J. Faraudo, and A. Travesset, Biophys. J. 92(8), 2806 (2007); https://doi.org/10.1529/biophysj.106.092015.
  41. 41. R. Lehrmann and J. Seelig, Biochim. Biophys. Acta BBA - Biomembr. 1189(1), 89 (1994); https://doi.org/10.1016/0005-2736 (94)90284-4.
  42. 42. C. G. Sinn, M. Antonietti, and R. Dimova, Colloids Surf. Physicochem. Eng. Asp. 282—283, 410 (2006); https://doi.org/10.1016/j.colsurfa.2005.10.014.
  43. 43. C. Lutgebaucks, C. Macias-Romero, and S. Roke, J. Chem. Phys. 146(4), 044701 (2017); https://doi.org/10.1063/1.4974084.
  44. 44. O. B. Tarun, C. Hannesschluager, P. Pohl, and S. Roke, Proc. Natl. Acad. Sci. 115(16), 4081 (2018); https://doi.org/10.1073/pnas.1719347115.
QR
Перевести

Индексирование

Scopus

Scopus

Scopus

Crossref

Scopus

Высшая аттестационная комиссия

При Министерстве образования и науки Российской Федерации

Scopus

Научная электронная библиотека