Везде

RAS PhysicsПисьма в Журнал экспериментальной и теоретической физики JETP Letters (Journal of Experimental and Theoretical Physics Letters)

  • ISSN (Print) 0370-274X
  • ISSN (Online) 3034-5766

Opredelenie kharaktera vzaimodeystviya bioaktivnykh ionov s fosfolipidnymi membranami metodami nelineynoy mikroskopii

You can
PII
S0370274X25020124-1
DOI
10.31857/S0370274X25020124
Publication type
Article
Status
Published
Authors
M. Yu Eremchev
  • Affiliation:
M. V. Kozlova
  • Affiliation:
Volume/ Edition
Volume 121 / Issue number 3-4
Pages
240-246
Abstract
Исследование электростатических и химических взаимодействий и превращений на поверхности липидных мембранах имеет ключевое значение для оценки эффективности и токсичности различных лекарственных препаратов, а также механизмов их доставки. Описание этих взаимодействий на молекулярном уровне требует применения высокочувствительных неинвазивных методов. В данной работе представлены экспериментальные результаты, демонстрирующие потенциал микроскопии генерации второй гармоники при исследовании электрохимических процессов затрагивающих структуру узкого гидратного слоя (< 1 нм) модельных клеточных мембран. На примере биоактивных ионов калия и кальция различной концентрации показана уникальная чувствительность данного метода к изменению значения поверхностного потенциала мембран. Повышение ионной силы раствора выше 15 мМ в случае ионов кальция приводит к полной нейтрализации поверхности мембраны, в то время как ионы калия лишь частично экранируют поверхностный заряд мембраны. Показано, что изменение структуры и состава мембран приводит к возникновению стерических эффектов во взаимодействии головных групп липидов с молекулами воды в гидратном слое.
Keywords
Date of publication
16.09.2025
Year of publication
2025
Number of purchasers
0
Views
14

References

  1. 1. Ю. С. Петронюк, Е. А. Храмцова, В. М. Левин, А. П. Бонарцев, В. В. Воинова, Г. А. Бонарцева, А. А. Мураев, Т. Ф. Асфаров, Н. А. Гусейнов, Известия Российской академии наук. Серия физическая 84(6), 799 (2020); https://doi.org/10.31857/S0367676520060204.
  2. 2. В. О. Компанец, С. И. Кудряшов, Э. Р. Толордава, С. Н. Шелыгина, В. В. Соколова, И. Н. Сараева, М. С. Ковалев, А. А. Ионин, С. В. Чекалин, Письма в ЖЭТФ 113(6), 365 (2021); https://doi.org/10.31857/S1234567821060021.
  3. 3. Д. Ю. Мартиросян, А. А. Осыченко, А. Д. Залесский, О. Т. Калинина, У. А. Точило, Ю. А. Федотов, М. С. Сырчина, В. А. Надточенко, Письма в ЖЭТФ 117(11), 876 (2023); https://doi.org/10.31857/S1234567823110125.
  4. 4. N. V. Surovtsev, A. A. Dmitriev, and S. A. Dzuba, Phys. Rev. E 95(3), 032412 (2017); https://doi.org/10.1103/PhysRevE.95.032412.
  5. 5. A. Zalygin, D. Solovyeva, I. Vaskan, S. Henry, M. Schaefer, P. Volynsky, A. Tuzikov, E. Korchagina, I. Ryzhov, A. Nizovtsev, K. Mochalov, R. Efremov, E. Shtykova, V. Oleinikov, and N. Bovin, ChemistryOpen 9(6), 641 (2020); https://doi.org/10.1002/open.201900276.
  6. 6. M. E. Stepanov, S. A. Khorkina, A. I. Arzhanov, A. V. Karabulin, V. I. Matyushenko, and A. V. Naumov, Pis’ma v ZhETF 120(4), 231 (2024); https://doi.org/10.31857/S0370274X24080129.
  7. 7. A. S. Chebotarev, V. S. Ledyaeva, O. I. Patsap, A. A. Ivanov, and A. B. Fedotov, J. Biophotonics 16e202300228 (2023); https://doi.org/10.1002/jbio.202300228.
  8. 8. R. W. Boyd, Nonlinear Optics, 3rd ed., Academic Press, Rochester, N.Y. USA (2008).
  9. 9. P. J. Campagnola and L. M. Loew, Nat. Biotechnol. 21(11), 1356 (2003); https://doi.org/10.1038/nbt894.
  10. 10. X. Chen, O. Nadiarynkh, S. Plotnikov, and P. J. Campagnola, Nat. Protoc. 7(4), 654 (2012); https://doi.org/10.1038/nprot.2012.009.
  11. 11. S. Brasselet, Adv. Opt. Photonics 3(3), 205 (2011); https://doi.org/10.1364/AOP.3.000205.
  12. 12. E. Deplazes, B. D. Tafalla, C. G. Cranfield, and A. Garcia, J. Phys. Chem. Lett. 11(15), 6353 (2020); https://doi.org/10.1021/acs.jpclett.0c01479.
  13. 13. F. Ahmadpoor and P. Sharma, Nanoscale 7(40), 16555 (2015); https://doi.org/10.1039/C5NR04722F.
  14. 14. S. Ray, A. Kassan, A. R. Busija, P. Rangamani, and H. H. Patel, Am. J. Physiol.-Cell Physiol. 310(3), C181 (2016); https://doi.org/10.1152/ajpcell.00087.2015.
  15. 15. Y. A. Ermakov, Membranes 13(11), 883 (2023); https://doi.org/10.3390/membranes13110883.
  16. 16. A. McLaughlin, C. Grathwohl, and S. McLaughlin, Biochim. Biophys. Acta BBA - Biomembr. 513(3), 338 (1978); https://doi.org/10.1016/0005-2736 (78)90203-1.
  17. 17. H. Binder and O. ZschOrnig, Chem. Phys. Lipids 115(1), 39 (2002); https://doi.org/10.1016/S0009-3084 (02)00005-1.
  18. 18. A. Melcrova, S. Pokorna, S. Pullanchery, M. Kohagen, P. Jurkiewicz, M. Hof, P. Jungwirth, P. S. Cremer, and L. Cwiklik, Sci. Rep. 6(1), 38035 (2016); https://doi.org/10.1038/srep38035.
  19. 19. Y. A. Ermakov, K. Kamaraju, A. Dunina-Barkovskaya, K. S. Vishnyakova, Y. E. Yegorov, A. Anishkin, and S. Sukharev, Biochemistry 56(40), 5457 (2017); https://doi.org/10.1021/acs.biochem.7b00644.
  20. 20. Y. A. Ermakov, Biochim. Biophys. Acta BBA -Biomembr. 1023(1), 91 (1990); https://doi.org/10.1016/0005-2736 (90)90013-E.
  21. 21. J. L. Richens, J. S. Lane, J. P. Bramble, and P. O’Shea, Biochim. Biophys. Acta BBA - Biomembr. 1848(9), 1828 (2015); https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2015.03.017.
  22. 22. Z. T. Graber, Z. Shi, and T. Baumgart, Phys. Chem. Chem. Phys. 19(23), 15285 (2017); https://doi.org/10.1039/C7CP00718C.
  23. 23. S. A. Akimov, M. A. Polynkin, I. Jimenez-Mungu?a, K. V. Pavlov, and O. V. Batishchev, Int. J. Mol. Sci. 19(5), 1358 (2018); https://doi.org/10.3390/ijms19051358.
  24. 24. O. B. Tarun, M. Yu. Eremchev, A. Radenovic, and S. Roke, Nano Lett. 19(11), 7608 (2019); https://doi.org/10.1021/acs.nanolett.9b02024.
  25. 25. R. Dimova and C. Marques, The Giant Vesicle Book, CRC Press, Boca Raton, USA (2019).
  26. 26. X. Chen, W. Hua, Z. Huang, and H. C. Allen, J. Am. Chem. Soc. 132(32), 11336 (2010); https://doi.org/10.1021/ja1048237.
  27. 27. K. B. Eisenthal, Chem. Rev. 96(4), 1343 (1996); https://doi.org/10.1021/cr9502211.
  28. 28. T. T. Nguyen and J. C. Conboy, Anal. Chem. 83(15), 5979 (2011); https://doi.org/10.1021/ac2009614.
  29. 29. L. Moreaux, O. Sandre, and J. Mertz, JOSA B 17(10), 1685 (2000); https://doi.org/10.1364/JOSAB.17.001685.
  30. 30. C. Macias-Romero, I. Nahalka, H. I. Okur, and S. Roke, Science 357(6353), 784 (2017); https://doi.org/10.1126/science.aal4346.
  31. 31. M. Eremchev, D. Roesel, P.-M. Dansette, A. Michailovas, and S. Roke, Biointerphases 18(3), 031202 (2023); https://doi.org/10.1116/6.0002640.
  32. 32. C. Macias-Romero, M. E. P. Didier, P. Jourdain, P. Marquet, P. Magistretti, O. B. Tarun, V. Zubkovs, A. Radenovic, and S. Roke, Opt. Express 22(25), 31102 (2014); https://doi.org/10.1364/OE.22.031102.
  33. 33. M. Yu. Eremchev, JETP Lett. 118(4), 288 (2023); https://doi.org/10.1134/S0021364023602245.
  34. 34. D. Roesel, M. Eremchev, T. Schonfeldova, S. Lee, and S. Roke, Appl. Phys. Lett. 120(16), 160501 (2022); https://doi.org/10.1063/5.0085807.
  35. 35. M. Eremchev, D. Roesel, C. S. Poojari, A. Roux, J. S. Hub, and S. Roke, Biophys. J. 122, 624 (2023); https://doi.org/10.1016/j.bpj.2023.01.018.
  36. 36. D. Roesel, M. Eremchev, C. S. Poojari, J. S. Hub, and S. Roke, J. Am. Chem. Soc. 144(51), 23352 (2022); https://doi.org/10.1021/jacs.2c08543.
  37. 37. A. Weinberger, F. C. Tsai, G. H. Koenderink, T. F. Schmidt, R. Itri, W. Meier, T. Schmatko, A. Schroder, and C. Marques, Biophys. J. 105(1), 154 (2013); https://doi.org/10.1016/j.bpj.2013.05.024.
  38. 38. G. Gonella, C. Lutgebaucks, A. G. F. de Beer, and S. Roke, J. Phys. Chem. C 120(17), 9165 (2016); https://doi.org/10.1021/acs.jpcc.5b12453.
  39. 39. M. Eisenberg, T. Gresalfi, T. Riccio, and S. McLaughlin, Biochemistry 18(23), 5213 (1979); https://doi.org/10.1021/bi00590a028.
  40. 40. J. Faraudo, and A. Travesset, Biophys. J. 92(8), 2806 (2007); https://doi.org/10.1529/biophysj.106.092015.
  41. 41. R. Lehrmann and J. Seelig, Biochim. Biophys. Acta BBA - Biomembr. 1189(1), 89 (1994); https://doi.org/10.1016/0005-2736 (94)90284-4.
  42. 42. C. G. Sinn, M. Antonietti, and R. Dimova, Colloids Surf. Physicochem. Eng. Asp. 282—283, 410 (2006); https://doi.org/10.1016/j.colsurfa.2005.10.014.
  43. 43. C. Lutgebaucks, C. Macias-Romero, and S. Roke, J. Chem. Phys. 146(4), 044701 (2017); https://doi.org/10.1063/1.4974084.
  44. 44. O. B. Tarun, C. Hannesschluager, P. Pohl, and S. Roke, Proc. Natl. Acad. Sci. 115(16), 4081 (2018); https://doi.org/10.1073/pnas.1719347115.
QR
Translate

Индексирование

Scopus

Scopus

Scopus

Crossref

Scopus

Higher Attestation Commission

At the Ministry of Education and Science of the Russian Federation

Scopus

Scientific Electronic Library